Por su carácter de procedimiento terminal y por permitir la extracción de grandes volúmenes de sangre, la punción intracardiaca es la técnica escogida. El procedimiento comprende:

Rattus norvegicus y Rattus rattus

  • Utilizar una aguja de 3,75 cm y 21-23 G y una jeringa de 5 cc, soltar el cubreaguja y probar el émbolo para ver que si se desplaza suavemente. La aguja deberá ser suficientemente larga para penetrar en el ventrículo y se debe mantener un vacío en la jeringa durante la entrada de la aguja.
  • Cubrir por aspiración el interior de la jeringa con heparina y luego volver la heparina al recipiente.
  • Con el dedo índice de la mano izquierda, ubicar la protuberancia xifoidea. Con la jeringa en la mano derecha, insertar la aguja justo debajo de este punto, dirigir la aguja hacia el área en la que se sienta el máximo pulso cardíaco y retirar el émbolo suavemente para crear un ligero vacío. Continuar presionando la aguja dentro de la cavidad torácica en un ángulo de 20° sobre la horizontal, hasta que se penetre al corazón y la sangre comience a fluir. La aguja deberá fijarse en ese punto con los dedos de forma que no sea retirada del ventrículo inadvertidamente. Retirar el émbolo lentamente hasta que la jeringa se llene, manteniendo un ligero vacío. Si antes de que se haya obtenido suficiente sangre el flujo cesa, retirar la aguja suavemente (la aguja puede haber atravesado la parte posterior del corazón) o ajustar la posición de la aguja hasta que se restablezca el flujo de sangre.
  • Cuando se haya obtenido el volumen de sangre final, soltar la presión negativa sobre el émbolo y retirar la aguja de la cavidad torácica. Sin sacar la aguja, suavemente expeler parte de la sangre dentro de un tubo al vacío con EDTA de 3cc y embeber dos tiras de papel filtro (cintas o tiras de Nobuto) con la otra parte. Anotar con lápiz los datos del animal en cada tira y dejar secar a temperatura ambiente. Luego poner en un sobre para enviar al laboratorio.
  • Descartar la jeringa y aguja dentro del recipiente para material punzante sin colocar el cubreaguja plástico.

Mus musculus

  • En el caso de Mus musculus, el sangrado del plexo retroorbital (grupo de venas detrás del ojo) con tubos capilares o pipetas Pasteur es preferible a la punción cardíaca debido al peligro asociado con el uso de agujas.
  • El procedimiento se realizará del siguiente modo: mirando la superficie dorsal del roedor, colocar el dedo pulgar de la mano izquierda sobre la parte superior de la cabeza y el dedo índice bajo la garganta. Apretar juntos el índice y el pulgar para deslizar la piel hacia la izquierda de modo que quede tirante del lado derecho de la cabeza del animal y deje al descubierto el globo ocular.
  • Introducir la porción terminal del tubo capilar heparinizado en la esquina posterior del ojo (canto lateral), detrás del globo ocular. Puede servir de blanco una almohadilla blanca de grasa ubicada detrás del ojo. El tubo deberá estar perpendicular a la cara del roedor y deberá inclinarse hacia abajo en dirección a un criovial abierto y rotulado. Cuando el tubo capilar alcanza la parte posterior de la órbita y se palpa el hueso, rotar un poco el capilar contra el hueso para romper las vénulas y para que empiece a fluir la sangre.
  • Retirar el tubo suavemente alejándolo del hueso, para permitir que la sangre entre al tubo sin obstrucción.
  • Cuando la sangre comienza a fluir dentro del tubo capilar, colocar la parte libre del tubo sobre la boca de un criovial para permitir que la sangre gotee dentro del vial. Si el flujo de sangre ensucia el tubo o la cara del animal, retirar el tubo delicadamente para limpiar la obstrucción de la entrada. Puede ser necesario rotar el tubo ocasionalmente o moverlo hacia adentro y afuera del seno para mantener el flujo de sangre. Si el flujo se bloquea a la entrada por un coágulo, retirar el tubo, colocarlo dentro del criovial y sangrar con un tubo limpio. Continuar colectando la sangre hasta que el flujo cese o hasta que se haya obtenido la cantidad de sangre deseada. Se puede obtener un volumen de 0,5 ml de sangre de los roedores sanos.
  • Sacar el tubo capilar del ojo y colocarlo temporalmente dentro del criovial.
  • Soltar la presión sobre la piel y, con un pequeño pedazo de gasa estéril, apretar por unos segundos cerrando el ojo afectado para detener el sangrado y sacar el exceso de sangre del área. Descartar la gasa en una bolsa de bioseguridad.
  • Suavemente tocar el tubo capilar contra la pared del criovial para extraer la mayor cantidad de sangre posible. No se debe tratar de expulsar el resto de la sangre con una bomba de goma o jeringa, ya que esto puede generar aerosoles infecciosos.
  • Descartar el tubo capilar en el recipiente para material punzante.
  • Colocar la tapa sobre el criovial y cerrar bien.
  • Las muestras de sangre deberán ser conservadas adecuadamente hasta su envío al laboratorio que realizará los análisis correspondientes.

Final común del procedimiento

  • Aunque este procedimiento es terminal, hay que asegurar la muerte después de la exanguinación administrando una sobredosis de anestésico mediante la colocación de algodón embebido en éter en la zona nasal.
  • Las muestras serán volcadas en la Ficha de muestras de roedores que se incluye al final de este punto. Una copia de ella será enviada al laboratorio junto con las muestras.

Ficha 6. Muestras de roedores


Ficha de muestras de roedores

Nº muestra

Fecha de obtención de muestra

Especie

lugar de captura 1

Tipo de muestra 2

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

1 Indicar si el animal fue capturado en el intradomicilio, peridomicilo, o en ambiente silvestre.

2 Indicar si se remite muestra de hígado o bazo – sangre.

Descargar Ficha de muestras de roedores

Por su carácter de procedimiento terminal y por permitir la extracción de grandes volúmenes, la punción intracardiaca es la técnica escogida para la toma de muestra de sangre (cortesía Lorena Jaramillo).